Estimados co-bloggers:
He recibido una solicitud de análisis para metal total, metal disuelto y metal combinado.
El ensayo descrito en mi alcance habla de "Metales disueltos y totales por espectrofotometría
de absorción atómica de llama".
¿Puedo incluir el resultado de metal combinado dentro del alcance?
viernes, 19 de julio de 2013
miércoles, 3 de julio de 2013
Limite inferior de recuento para e coli en nata
Buenos días,
El límite legal para E.coli en mantequilla y nata es de 10 ufc/g. Aquí no se puede aplicar la forma habitual para hacer la dilución -1 de alimentos usando 10 g de alimento y 90 ml de diluyente. La 7218 permite disminuir el límite de diluyente.
Sería correcto entonces hacer una dilución 1:2 (10 g de alimento + 10 ml de diluyente), estableciendo así como límite inferior de recuento 2 ufc/g? De esta manera podría determinar si mi recuento está por debajo o por encima de lo permitido. Es decir, si mi recuento es 1-3 colonias, estaría por debajo del límite, si es 4, mi resultado sería 8 ufc/g.
Otra duda que tengo es sí las colonias se verán bien con tan poca dilución de un producto como la nata.
Saludos
El límite legal para E.coli en mantequilla y nata es de 10 ufc/g. Aquí no se puede aplicar la forma habitual para hacer la dilución -1 de alimentos usando 10 g de alimento y 90 ml de diluyente. La 7218 permite disminuir el límite de diluyente.
Sería correcto entonces hacer una dilución 1:2 (10 g de alimento + 10 ml de diluyente), estableciendo así como límite inferior de recuento 2 ufc/g? De esta manera podría determinar si mi recuento está por debajo o por encima de lo permitido. Es decir, si mi recuento es 1-3 colonias, estaría por debajo del límite, si es 4, mi resultado sería 8 ufc/g.
Otra duda que tengo es sí las colonias se verán bien con tan poca dilución de un producto como la nata.
Saludos
miércoles, 19 de junio de 2013
Duplicación de Picos
¡Hola!
Tengo un problemilla con el cromatógrafo iónico.
Acabo de cambiar la columna (Shodex IC SI-90 4E) - y con esto descarto problemas de fouling - y me aparecen picos duplicados después de cada pico principal.
Así:
Si paso una disolución de NaCl obtengo:
Como eluyente utilizo el recomendado por el fabricante de la columna para aniones (1.8 mM Na2CO3 + 1.7 mM NaHCO3) a 1 mL/min y 40ºC, con un Loop de 20 microL y columna supresora de aniones.
Tengo un problemilla con el cromatógrafo iónico.
Acabo de cambiar la columna (Shodex IC SI-90 4E) - y con esto descarto problemas de fouling - y me aparecen picos duplicados después de cada pico principal.
Así:
Si paso una disolución de NaCl obtengo:
Como eluyente utilizo el recomendado por el fabricante de la columna para aniones (1.8 mM Na2CO3 + 1.7 mM NaHCO3) a 1 mL/min y 40ºC, con un Loop de 20 microL y columna supresora de aniones.
martes, 18 de junio de 2013
Paso óptico
Utilizando el kit 1.005980.0001 con el fotómetro de filtros
Nova 60 obtengo valores totalmente dispares para la misma muestra en función de
la utilización de una cubeta de 10, 20 ó 50 mm, disminuyendo el resultado en
función del paso óptico.
Así, por ejemplo, para una muestra preparada de 1.0 ppm de
Cl2 libre obtengo los valores de 1.0 (cubeta de 10 mm), 0.86 (cubeta de 20 mm)
y 0.82 (cubeta de 50 mm).
Estamos hablando de medida a 550 nm (lo digo por el tipo de vidrio de las cubetas, que entiendo no influye).
Gracias por vuestras aportaciones.
sábado, 15 de junio de 2013
Cifras significativas con excel
Hola a todos/as,
No se si os ha pasado que en vuestro laboratorio aparezca en las auditorías el tema de las cifras significativas. Es un tema un poco especial ya que implica un cambio de mentalidad y un problema informático.
Además de la teoría (que hay para aburrirse en internet) está el problema de programar no solo las cifras significativas del resultado si no el de obtener una incertidumbre con una cifra decimal más al resultado. Yo he encontrado un par de soluciones más o menos elegantes, que cuando tenga más claras las pondré en el blog, pero me gustaría conocer vuestra opinión o experiencia.
Saludos.
No se si os ha pasado que en vuestro laboratorio aparezca en las auditorías el tema de las cifras significativas. Es un tema un poco especial ya que implica un cambio de mentalidad y un problema informático.
Además de la teoría (que hay para aburrirse en internet) está el problema de programar no solo las cifras significativas del resultado si no el de obtener una incertidumbre con una cifra decimal más al resultado. Yo he encontrado un par de soluciones más o menos elegantes, que cuando tenga más claras las pondré en el blog, pero me gustaría conocer vuestra opinión o experiencia.
Saludos.
martes, 11 de junio de 2013
Criterios aceptación/rechazo
Hola!
Alguien me puede decir qué criterios de aceptación/rechazo aplican a los procedimientos de ensayo de microbiología, más específicamente criterios de a/r de resultados.
Gracias
jueves, 6 de junio de 2013
Recuento para establecer VR de cepas
Hola a todos.
Me gustaría lanzaros una pregunta.
Yo tengo cepas de reserva congeladas. Cuando quiero realizar un control interno de recuperación, saco la cepa del congelador y la revivifico en TSB 24H a 37ºC (de manera general). Cuando ha transcurrido ese tiempo, realizo una batería de diluciones, desde la cero que sería el tubo de TSB, hasta la -7. Una vez que tengo todas estas diluciones cuantifico la cepa sembrando cinco placas de 1 ml de los tubos de diluciones -7, -6 y -5.
Es decir, del tubo -7 siembro cinco placas con un volumen de 1 ml del tubo en TSA. Asi hago tb con el tubo de dilución -6 y -5.
Estas placas las incubo 24h a 37ºC. Transcurrido ese tiempo realizo el recuento de las placas. Supongamos que mis recuentos han sido los siguientes:
- tubo dilución -7: 17, 8, 18, 15 y 23. La media de esto me daría 16 ufc/ml
- tubo de dilución -6: 177, 178, 177, 180 y 180. La media es 180 ufc/ml
Para cuantificar la cepa, lo que hay en cada tubo, además realizo la media ponderada de los dos datos anteriores, es decir, 160 + 180 = 170 ufc/ml en el tubo -6. A partir de ahí determino que:
- tubo -7: contiene 17 ufc/ml
- tubo -6: contiene 17e1 ufc/ml
- tubo -5: contiene 17e2 ufc/ml
- tubo -4: contiene 17e3 ufc/ml
y así sucesivamente hasta llegar a la dilución 0.
Me gustaría saber si estos cálculos están bien realizados? o el dato final se calcula utilizando la formula de recuento que hay en la norma 7218?
Os lo digo por que antes de mi auditoría, yo hubiera cogido la dilución -6 y mi valor hubiera sido la media de las cinco placas de la dilución. Tras auditarme Doña Concha Carbonell, aplico lo descrito anteriormente por que ella así me lo exige.
De hecho os lanzo ésta pregunta porque me están pidiendo aclaraciones al PAC presentado y una de ellas es sobre este tema.
Os agradecería mucho vuestra ayuda
Muchas gracias
Me gustaría lanzaros una pregunta.
Yo tengo cepas de reserva congeladas. Cuando quiero realizar un control interno de recuperación, saco la cepa del congelador y la revivifico en TSB 24H a 37ºC (de manera general). Cuando ha transcurrido ese tiempo, realizo una batería de diluciones, desde la cero que sería el tubo de TSB, hasta la -7. Una vez que tengo todas estas diluciones cuantifico la cepa sembrando cinco placas de 1 ml de los tubos de diluciones -7, -6 y -5.
Es decir, del tubo -7 siembro cinco placas con un volumen de 1 ml del tubo en TSA. Asi hago tb con el tubo de dilución -6 y -5.
Estas placas las incubo 24h a 37ºC. Transcurrido ese tiempo realizo el recuento de las placas. Supongamos que mis recuentos han sido los siguientes:
- tubo dilución -7: 17, 8, 18, 15 y 23. La media de esto me daría 16 ufc/ml
- tubo de dilución -6: 177, 178, 177, 180 y 180. La media es 180 ufc/ml
Para cuantificar la cepa, lo que hay en cada tubo, además realizo la media ponderada de los dos datos anteriores, es decir, 160 + 180 = 170 ufc/ml en el tubo -6. A partir de ahí determino que:
- tubo -7: contiene 17 ufc/ml
- tubo -6: contiene 17e1 ufc/ml
- tubo -5: contiene 17e2 ufc/ml
- tubo -4: contiene 17e3 ufc/ml
y así sucesivamente hasta llegar a la dilución 0.
Me gustaría saber si estos cálculos están bien realizados? o el dato final se calcula utilizando la formula de recuento que hay en la norma 7218?
Os lo digo por que antes de mi auditoría, yo hubiera cogido la dilución -6 y mi valor hubiera sido la media de las cinco placas de la dilución. Tras auditarme Doña Concha Carbonell, aplico lo descrito anteriormente por que ella así me lo exige.
De hecho os lanzo ésta pregunta porque me están pidiendo aclaraciones al PAC presentado y una de ellas es sobre este tema.
Os agradecería mucho vuestra ayuda
Muchas gracias
jueves, 9 de mayo de 2013
Control de productividad de medios
Buenos días a todos,
Mi duda es en cuanto al control de productividad de medios de cultivo.
Según la Norma 11133 para el estudio de productividad tenemos que inocular el medio de cultivo en cuestión con un inoculo en el que el recuento de colonias total obtenido en el medio de cultivo de referencia definido y debe ser > o igual de 100 ufc, pero el recuento en placa que debes obtener del medio del estudio tiene que estar entre 10-100 colonias
Bien, a mi a priori me parece imposible inocular una placa con un VR > 100 y obtener un recuento menor que 100.
Ejemplo:
Tengo una cepa de referencia que he reconstituido, he hecho diluciones y unos valores de concentración obtenidos por cada tubo de dilución sembrados en TSA (medio de referencia)
Obtengo una concentración para Ecoli en el tubo de dilución -6 de 9.1E2. Inoculo la placa con 0.1 ml de ese tubo, por lo que mi valor de referencia sería 9.1E1 (< 100 por lo que ya estoy incumpliendo la norma). Los recuentos obtenidos tras la incubación del REC me da una media de 8,2E1 (cumple la norma)
Otro ejemplo
En este caso estudio PCA. Inoculo 0.1 ml de un tubo de cepa con un VR 1.3E2 (cumple la norma) Como es normal, transcurrido el tiempo de incubación obtengo una media de recuentos de 1,3E2 (incumplo la norma)
Es evidente que algo se me escapa. ¿ Seriáis tan amables de indicarme el qué?
Saludos
Mi duda es en cuanto al control de productividad de medios de cultivo.
Según la Norma 11133 para el estudio de productividad tenemos que inocular el medio de cultivo en cuestión con un inoculo en el que el recuento de colonias total obtenido en el medio de cultivo de referencia definido y debe ser > o igual de 100 ufc, pero el recuento en placa que debes obtener del medio del estudio tiene que estar entre 10-100 colonias
Bien, a mi a priori me parece imposible inocular una placa con un VR > 100 y obtener un recuento menor que 100.
Ejemplo:
Tengo una cepa de referencia que he reconstituido, he hecho diluciones y unos valores de concentración obtenidos por cada tubo de dilución sembrados en TSA (medio de referencia)
Obtengo una concentración para Ecoli en el tubo de dilución -6 de 9.1E2. Inoculo la placa con 0.1 ml de ese tubo, por lo que mi valor de referencia sería 9.1E1 (< 100 por lo que ya estoy incumpliendo la norma). Los recuentos obtenidos tras la incubación del REC me da una media de 8,2E1 (cumple la norma)
Otro ejemplo
En este caso estudio PCA. Inoculo 0.1 ml de un tubo de cepa con un VR 1.3E2 (cumple la norma) Como es normal, transcurrido el tiempo de incubación obtengo una media de recuentos de 1,3E2 (incumplo la norma)
Es evidente que algo se me escapa. ¿ Seriáis tan amables de indicarme el qué?
Saludos
lunes, 22 de abril de 2013
Cuantificación L. pneumophila
La
norma UNE-ISO 11731 dice en el punto 10 Expresión de Resultados:
Para
estimar el número de ufc de Legionella
en la muestra de agua original … se estima el número de ufc de Legionella multiplicando dicho número
por el factor de concentración.
El
propósito de esta norma es demostrar la presencia
o ausencia de organismos de Legionella en la muestra. Se registra la presencia confirmada (o ausencia) de Legionella pneumophila y la presunta presencia (o ausencia) de
otras especies de Legionella….
De
hecho la norma se llama “Detección y recuento de Legionella”
Por lo
que no veo claro que se pueda hacer recuento de Leg. Pneumophila siguiendo esta
norma. Para la cuantificación tendría que validarse un método propio ¿no?
Otra
pista, es que el RD865/2003 sobre prevención de Legionellosis, hace referencia
siempre a la determinación de Legionella, a la norma ISO 11731 como método de
ensayo, pero nunca hace referencia a Legionella pneumophila.
¿Un procedimiento segun la 11731 que en el informe de ensayo haga referencia al mismo podría hacer recuento de Leg. pneumophila?
viernes, 12 de abril de 2013
Decimales en informes
¡Hola!
Paso a relataros un muy pequeño problema en la elaboración de informes.
Supongamos que para un parámetro que tiene asignada una incertidumbre del 10% para un determinado valor, la expresión del resultado está definida en su procedimiento con "n" cifras decimales.
Bien, pongamos que n=1 (1 decimal), el límite de detección es 0.1 y que el resultado para ese parámetro es un número entre 0.1 y 0.5. La incertidumbre correspondiente al resultado (si ésta, como he dicho, es del 10%) será un número entre 0.01 y 0.05, que redondeando a un decimal (n=1) será de 0.0 = 0.
La expresión de mi resultado quedaría pues, por ejemplo: 0.2+0 que no queda muy elegante, que digamos.
La pregunta es:
Si el número de decimales con que debo expresar mi resultado es de "n" ¿puedo expresar la incertidumbre con un número "n+1" de decimales? ¿o debo procedimentarlo?
¿Estaría bien expresar un resultado como 0.2+0.02?
Gracias por vuestras aportaciones.
Paso a relataros un muy pequeño problema en la elaboración de informes.
Supongamos que para un parámetro que tiene asignada una incertidumbre del 10% para un determinado valor, la expresión del resultado está definida en su procedimiento con "n" cifras decimales.
Bien, pongamos que n=1 (1 decimal), el límite de detección es 0.1 y que el resultado para ese parámetro es un número entre 0.1 y 0.5. La incertidumbre correspondiente al resultado (si ésta, como he dicho, es del 10%) será un número entre 0.01 y 0.05, que redondeando a un decimal (n=1) será de 0.0 = 0.
La expresión de mi resultado quedaría pues, por ejemplo: 0.2+0 que no queda muy elegante, que digamos.
La pregunta es:
Si el número de decimales con que debo expresar mi resultado es de "n" ¿puedo expresar la incertidumbre con un número "n+1" de decimales? ¿o debo procedimentarlo?
¿Estaría bien expresar un resultado como 0.2+0.02?
Gracias por vuestras aportaciones.
jueves, 11 de abril de 2013
Revalidación
Saludo a los estimados co-bloggers.
Y allá voy:
Cuando - en su día - realicé la validación de los parámetros que actualmente tengo dentro del alcance, los resultados de dicha validación fueron muy buenos - lo que no es sorprendente - porque se realizó de forma intensiva, comprometida y enfocada.
Como consecuencia de esa magnífica validación, las incertidumbres resultantes de la misma, son 'relativamente' bajas.
Con el paso de los años, el compromiso de que los controles internos queden dentro de los márgenes de la validación se me hace más y más costoso.
Me propongo, pues, realizar la re-validación con los resultados de los controles internos.
Para ello utilizo la desviación estándar de dichos controles y las diferencias de sesgo máxima y mínima (para cada matriz y nivel de validación).
Pero claro, si los controles siempre han entrado dentro de los límites establecidos por los resultados de la validación, ahora me encuentro con que la incertidumbre que obtengo de la re-validación es menor (o igual) que la obtenida en la validación original --> una pescadilla que se muerde la cola.
¿Tenéis una solución elegante a mi bonito problema?
Y allá voy:
Cuando - en su día - realicé la validación de los parámetros que actualmente tengo dentro del alcance, los resultados de dicha validación fueron muy buenos - lo que no es sorprendente - porque se realizó de forma intensiva, comprometida y enfocada.
Como consecuencia de esa magnífica validación, las incertidumbres resultantes de la misma, son 'relativamente' bajas.
Con el paso de los años, el compromiso de que los controles internos queden dentro de los márgenes de la validación se me hace más y más costoso.
Me propongo, pues, realizar la re-validación con los resultados de los controles internos.
Para ello utilizo la desviación estándar de dichos controles y las diferencias de sesgo máxima y mínima (para cada matriz y nivel de validación).
Pero claro, si los controles siempre han entrado dentro de los límites establecidos por los resultados de la validación, ahora me encuentro con que la incertidumbre que obtengo de la re-validación es menor (o igual) que la obtenida en la validación original --> una pescadilla que se muerde la cola.
¿Tenéis una solución elegante a mi bonito problema?
LD
¡Hola a todos!
Uso un conocido kit para la realización de DQO.
Siguiendo las instrucciones del kit, cuando la muestra presenta una concentración alta de cloruros, realizo una dilución.
El kit de rango bajo que utilizo cubre de 4 a 40 ppm, y la validación la tengo hecha con dicho kit de 10 a 40 ppm.
Tras hacer una dilución (FD10) obtengo un resultado de 2.5 ppm (< 4 ppm que es el límite inferior para el kit).
¿Cuál debería ser mi resultado?
En el caso de que hiciera una dilución menor (FD4) al límite de los cloruros interferentes, obtendría un resultado digamos de 6 ppm (< 10 ppm que es mi LD). ¿Cuál debería ser mi resultado?
Gracias por vuestra ayuda.
Uso un conocido kit para la realización de DQO.
Siguiendo las instrucciones del kit, cuando la muestra presenta una concentración alta de cloruros, realizo una dilución.
El kit de rango bajo que utilizo cubre de 4 a 40 ppm, y la validación la tengo hecha con dicho kit de 10 a 40 ppm.
Tras hacer una dilución (FD10) obtengo un resultado de 2.5 ppm (< 4 ppm que es el límite inferior para el kit).
¿Cuál debería ser mi resultado?
- < 10 (mi LD)
- 25 (el resultado por el factor de dilución)
- < 40 (el límite inferior del kit multiplicado por el factor de dilución)
- < 100 (mi LD por el factor de dilución)
En el caso de que hiciera una dilución menor (FD4) al límite de los cloruros interferentes, obtendría un resultado digamos de 6 ppm (< 10 ppm que es mi LD). ¿Cuál debería ser mi resultado?
- 6x4 = 24 ppm
- < 10 (mi LD)
- < 40 (mi LD por el factor de dilución)
Gracias por vuestra ayuda.
domingo, 31 de marzo de 2013
Hola a todos,
Siguiendo con el último blog para la selección de datos mediante una "scroll bar". Aparte de visualizar un número de datos, puede ser interesante combinar esta opción con la de identificar el valor máximo y mínimo. Por ejemplo en este caso, mediante un pequeño "truco" nos señala e indica el valor máximo y mínimo de una serie de datos. Combinando esta opción con la de scroll bar u otras se permite identificar de forma rápida valores anómalos que nos muestren problemas en el control de calidad (por ejemplo).
La hoja de cálculo con la opción descrita es "maximo y minimo" y se podrá descargar en:
http://www.rceprofessional.es/descargas.html
domingo, 17 de marzo de 2013
El uso de interlaboratorios se ha convertido en una herramienta casi indispensable para la evaluación de la calidad de un ensayo de la forma más objetivas posible. Desde la entrada en vigor de la G-ENAC-14 y debido al alto coste que conlleva la participación en dichos ejercicios, cada vez es más necesario realizar una evaluación tanto de los proveedores de dichos ejericios, así como de los resultados obtenidos.
A continuación pongo un ejemplo de formato que podría utilizarse, aunque creo que es más adaptable a laboratorios con alcance pequeño o que están empezando ya que esta evaluación puede ser realizada directamente en hojas de cálculo, donde se obtenga una mayor información como tendencias, resultados anteriores, etc.
 |
| Evaluación del proveedor de ejercicios |
 |
| Análisis de resultados de un ejercicio (si es anómalo) |
http://www.rceprofessional.es/descargas.html
martes, 12 de marzo de 2013
Selección de datos mediante Scroll bar
 |
| Imagen 1 |
 |
| Imagen 2 |
http://www.rceprofessional.es/descargas.html
Bienvenidos,
Este Blog nace con el fin de compartir de forma grautita, opiniones, experiencias y conocimientos entre laboratorios de ensayos (sea cual sea su actividad, ensayos físico-químicos, microbiológicos, construcción, clínicos, control de calidad, I+D, ...).
Así mismo, mediante el gestor de este blog (chemlab) se podrán compartir (a través de una FTP) formatos, hojas de cálculo, legislación, información y cualquier documentación que hoy en día puede necesitar un laboratorio. El usuario podrá usar de forma libre, las plantillas e información que se comparta.
Como las necesidades, sobre todo de las hojas de cálculo, pueden venir dadas por las necesidades particulares del mismo, se podrá solicitar (chemlab) la adaptación o creación de plantillas o documentación.
Todo el mundo podrá realizar y resolver consultas de forma gratuita, siendo sólo necesario al gestor del blog para el intercambio de documentación o la personalización de las mismas.
Este blog quiere tener un carácter anónimo, por lo que para poder participar en él, es necesario ponerse en contacto con chemlab95@gmail.com.
Espero que aprendamos entre todos y avancemos profesionalmente en este mundo cada vez más complejo y Normalizado/Legislado de los laboratorios de ensayos.
Este Blog nace con el fin de compartir de forma grautita, opiniones, experiencias y conocimientos entre laboratorios de ensayos (sea cual sea su actividad, ensayos físico-químicos, microbiológicos, construcción, clínicos, control de calidad, I+D, ...).
Así mismo, mediante el gestor de este blog (chemlab) se podrán compartir (a través de una FTP) formatos, hojas de cálculo, legislación, información y cualquier documentación que hoy en día puede necesitar un laboratorio. El usuario podrá usar de forma libre, las plantillas e información que se comparta.
Como las necesidades, sobre todo de las hojas de cálculo, pueden venir dadas por las necesidades particulares del mismo, se podrá solicitar (chemlab) la adaptación o creación de plantillas o documentación.
Todo el mundo podrá realizar y resolver consultas de forma gratuita, siendo sólo necesario al gestor del blog para el intercambio de documentación o la personalización de las mismas.
Este blog quiere tener un carácter anónimo, por lo que para poder participar en él, es necesario ponerse en contacto con chemlab95@gmail.com.
Espero que aprendamos entre todos y avancemos profesionalmente en este mundo cada vez más complejo y Normalizado/Legislado de los laboratorios de ensayos.
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